8. Abnahme und Präparation von Zellabstrichen von der Zervix

Leitlinien zur Abnahme von Zellabstrichen

Entsprechende Leitlinien stehen sowohl für die Abstrichentnahme zur konventionellen Zytologie als auch für flüßigkeitsbasierte Zytologie (syn.: Dünnschichtzytologie) zur Verfügung; solange die Leitlinien berücksichtigt werden erweisen sich beide Methoden als gleichwertig (NHSCSP 2006); Arbyn et al. 2007).

 

Klinische Bedingungen für einen guten Zellabstrich

Die Zellabstriche sollte in der Zyklusmitte abgenommen werden: Abstriche sollten nicht während der Menstruation abgenommen werden, da starke Blutüberlagerung zu qualitativen Einschränkungen führt und Endometriumzellen, die physiologischerweise einige Tage vor bis einschließlich einige Tage nach der Menstruation abschilfern, eventuell zu Fehlinterpretationen führen könnten.

Präzise Angaben zum Alter der Patientin, Geburtsdatum, Datum der letzten Regel, vorhandene Beschwerden und allfällige Vorbefunde sollten auf dem Einsendeformular angegeben werden, da sie für die Interpretation von zytologischen Veränderungen oder die Empfehlung eines allfälligen Follow-up durch den Zytologen/die Zytologien, relevant sein können. Als Bsp.: Das Vorhandensein von ansonsten physiologischen Endometriumzellen in einem Zellabstrich von Frauen > 40 Jahren könnte von Bedeutung sein. 

 

  • Zellabstriche sollten in der Zyklusmitte abgenommen werden
  • Menstruell bedingte Endometriumzellen können zu zytologischen Fehlinterpretationen führen
  • Genaue Patientengaben, wie Name, Geburtsdatum, Vorbefunde undSymptome (sofern vorhanden) sollten auf dem Einsendeformular angegeben werden
  • Diese Angaben können für die zytologische Diagnose bzw. die entsprechende Empfehlung durch den Zytologen/die Zytologin für das nachfolgende klinische Management, relevant sein

 

Vorgangsweise bei der Zellabnahme

Sofern ein Zellabstrich für die konventionelle Zytologie gemacht wird, sollte der Kliniker/die Klinikerin bzw. die Krankenschwester/der Krankenpfleger einen “extended tip spatula” z.B. Szalay Spatel oder einen Ayre´schen Spatel verwenden, je nach Alter der Patientin bzw. vorangegangener Geburten; ggf. kombiniert mit einer zusätzlichen Brushabnahme. Die Zervix-Broom wird für flüßigkeitsbasierte Zytologie (Dünnschichtzytologie/LBC) verwendet (Abbildung 8.1).

 

Abnahmegeräte für den Zellabstrich

  1. Aylesbury Spatel (Kurzform Ayre’scher Spatel) zur Zellabnahme von der zervikalen Transformationszone
  2. Endozervix-Brush für die Zellabnahme aus dem Zervikalkanal
  3. Zervix-Broom (LBC-Dünnschichtzytologie)

 

Abbildung 8.1 Abnahmegeräte für konventionelle Zellabstriche und flüßigkeitsbasierte Zytologie (LBC) (Abbildung 1 aus Arbyn et al. 2007)
Abbildung 8.2 Ausrüstung zur Zellabnahme für Dünnschichtzytologie (LBC)

 

Sobald die Utensilien für die Zellabnahme vorbereitet sind, kann der Kliniker/die Klinikerin oder das Pflegepersonal die Patientin auf die Abnahme vorbereiten.

  1. Ein Spekulum wird in die Vagina eingeführt: die Zervix muss mittels direkter Lichtquelle gut erkennbar sein und der Muttermund sollte gut lokalisierbar sein.
  2. Das Abnahmegerät bzw. die Abnahmegeräte sollten entsprechend der Form und Größe der Zervix und der Lage der Transformationszone gewählt werden.
  3. Der Schleimpfropf sollte sanft entfernt werden, um eine Abnahme durch den Spatel/Brush direkt von der Epitheloberfläche zu ermöglichen; wenn dies nicht geschieht werden die abgestrichenen Zellen durch Schleim und Entzündungszellen überlagert und der Abstrich ist qualitativ nur eingeschränkt zu beurteilen.
  4. Ein Ayre´scher Spatel bzw. der Szalay Spatel stellen ein optimales Abnahmegerät für junge Frauen oder Nullipara dar (Figure 8.3).
  5. Das runde Ende wird für Frauen verwendet, die bereits geboren haben. Eine Zervix-Brush wird zusätzlich zum Spatel für die Abnahme bei postmenopausalen Frauen empfohlen, weil die SCJ innerhalb des Zervikalkanals liegt und so besser erreicht warden kann (Abbildung 8.4 a und b). 
  6. Die Zervix-Broom sollte um 360° gedreht werden um Zellen aus der gesamten Region rund um die Transformationszone (TZ), der Plattenepithel-Zylinderepithelgrenze (SCJ) und dem Zervikalkanal zu erreichen. Eine Broom kann neben der LBC/Dünnschichtzytologie (Abbildung 8.4.c und 8.6) auch für konventionelle Zytologie verwendet werden (Abbildung 8.4).
  7. Für die konventionelle Zytologie muss das Zellmaterial vom Spatel oder der Zervix-Brush sofort nach der Abnahme auf den Objektträger transferiert werden. Für die Dünnschichtzytologie muss die Broom in die Fixierlösung, die auch als Transportmedium dient, überführt werden. Sowohl Objektträger als auch Transportmedium müssen zuvor mit dem Namen und dem Geburtsdatum der Patientin beschriftet werden.
  8. Sofern zwei Abnahmegeräte verwendet werden ist darauf zu achten, dass das Ausstreichen sowohl von Spatel als auch Brush auf demselben Objektträger zügig aufeinander erfolgen, um Lufttrocknungsartefakte zu vermeiden (Abbildung 8.4 d).
  9. Objektträger für konventionelle Abstriche müssen sofort mit einem entsprechenden Fixanz (95% Ethanol) fixiert werden, zusammen mit den dazugehörigen Anforderungsformularen werden sie dann an das Labor verschickt (Abbildung 8.5).
  10. Präparate für Dünnschichtzytologie (LBC) sollten strikt nach den Angaben des jeweiligen Herstellers erstellt werden. Es gibt Unterschiede in der Verarbeitung. Bei Verwendung der Surepath Methode wird das Abnahmegerät nach der Zellabnahme in die Fixierlösung transferiert und der überstehende Teil des Abnahmegeräts abgebrochen. Die Bürste verbleibt im Transportmedium, welches ins Labor zur weiteren Verarbeitung geschickt wird.
    Sollte ThinPrep verwendet werden, ist von großer Wichtigkeit, das Abnahmegerät in der Fixierlösung auszuwaschen und nicht im Gefäß zu belassen, sondern zu entsorgen (Abbildung 8.6)

 

Spatel, Brush oder Broom sollten mehrmals um 360°gedreht werden, so wird gewährleistet, dass eine adäquate Zellabnahme von der Transormationszone erfolgt

Sollte dies nicht berücksichtigt werden, besteht das Risiko abnorme Zellen nicht zu erreichen und in der Folge nicht auf den Objektträger zu transferieren. 

 
Abbildung 8.3 Abstrichentnahme mit Spatel für einen konventionellen Abstrich (http://www.soc.ucsb.edu/sexinfo/article/pap-smear)

 

Abbildung 8.4. Verwendung von Spatel, Brush oder Broom zur Zellabnahme und Anfertigung eines konventionellen Ausstrichs (Abbildungen 2, 4 und 5 aus Arbyn et al. 2007)

Abbildung 8.4 a) Spatel & b) Brush
Abbildung 8.4 c) Broom – Abnahme und Anfertigung eines Ausstrichs
Abbildung 8.4 d) Anfertigung eines adäquaten Ausstrichs bei Verwendung von Spatel und Brush zur Zellabnahme

 

Abbildung 8.5 Fixation eines konventionellen Abstrichs (Abbildung 3 aus Arbyn et al. 2007)

 

Abbilung 8.6. Auswaschen der Broom in der kommerziellen Fixierlösung nach der Anleitung für ThinPrep 

Abbildung 8.6 a) Auswaschen der Broom (ThinPrep)
Figure 8.6 b) Entfernen des Borstenkopfes und Positionieren in der Fixierlösung

 

Fixation von konventionellen Zellabstrichen

Eine adäquate Fixierung ist ein essentieller Schritt in der Präparation von Zervixausstrichen. Durch eine gute Fixierung wird sichergestellt, dass die Zellen anschließend auch gut gefärbt werden können und sich morphologische Details deutlich für die nachfolgende mikroskopische Beurteilung darstellen. Weiters sind die Präparate durch entsprechende Fixierung gut vorbereitet für die Archivierung um auch für zukünftige neuerliche Betrachtungen so jahrelang zur Verfügung zu stehen.

Die Fixierung der Objektträger erfolgt durch ein Fixierbad (vollständiges Eintauchen) über einen Zeitraum von 15-20 Minuten mit einem alkoholbasierten Fixanz (Fixianzien siehe nachstehende Liste). Danach können die fixierten Objektträger herausgenommen und zum zytologischen Labor transportiert werden, wo die Färbung erfolgt. Alternativ zu dieser Variante kann die Fixierung auch durch kommerzielle Fixationssprays erzielt werden (Abbildung 8.5).

Fixationssprays bestehen aus einer alkoholischen Lösung und Carbowax, das Carbowax legt eine dünne schützende Wachsschicht über den Objektträger. Diese muss vor dem Färbevorgang durch Eintauchen in Alkohol entfernt werden. 

Empfohlene Fixanzien für konventionelle Zytologie:

95% Ethanol (für eine optimale Fixation)
80% Isopropanol (syn.: 2-Propanol, Isopropylakohol IPA)
95% vergällter Alkohol (90 Teile 95%-iger Ethanol, fünf Teile abs. Methanol und fünf Teile abs. Isopropanol)
Synthesereiner Alkohol (abs. Methanol, 80% Isopropanol, 90% Aceton)

Die Fixation muss sofort durchgeführt weden. Der Abstrich darf vor der Fixierung nicht an der Luft trocknen!

Eine zufriedenstellende Fixierung für zytologische Abstriche muss bestimmte Anforderungen erfüllen:

  1. Das Fixanz muss die Zellen möglichst rasch durchdringen, sodass die morphologischen Details der Zellen erhalten bleiben.
  2. Die Zellschrumpfung sollte minimal und gleichmäßig gehalten werden, damit es zu keiner Zerstörung der Zellmorphologie kommt.
  3. Die Durchlässigkeit von Farbstoffen durch die Zellgrenzen muss für die jeweilige Färbemethode gewährleistet sein.
  4. Die Zelladhäsion auf dem Objektträger sollte begünstigt werden.
  5. Die Fixierung sollte bakterizid, nicht-toxisch und dauerhaft sein. 

Vorteile flüßigkeitsbasierter Zytologie (LBC)

  • Die Person, die die Zellabnahme durchführt muss anschließend keinen Abstrich anfertigen, somit nicht darauf achten dass die Zellen gleichmäßig verteilt sind oder den Abstrich sofort fixieren bevor er einer Lufttrocknung ausgesetzt ist
  • LBC Präparate werden gleichmäßig durchfixiert
  • Zellen werden nicht durch Debris/Blut überlagert
  • Kleinere Areale, leichter zu screenen
  • Weniger inadäquate Tests und Wiederholungen (z.B.: UK)
  • Eher bevorzugt vom Laborpersonal und den Personen, die den Abstrich abnehmen
  • Bietet die Möglichkeit von Zusatztests aus demselben Material z.B. HPV-Test
  • Eine einzelne Zelllage eignet sich besser für die automatisierte Zellanalyse

 

Gegenüberstellung der Genauigkeit von LBC gegen konventionelle Zytologie

Frühe Studien bescheinigten flüßigkeitsbasierter Zytologie im Vergleich zu konventioneller Zytologie eine höhere Sensitivität in Bezug auf die Detektion von > LSIL, allerdings mit einer starken Streubreite der Ergebnisse zwischen den einzelnen Labors (Lee et al. 1997). 

Eine Meta-Analyse ein Jahrzehnt später, zeigt keine Evidenz für eine verbesserte Sensitivität oder Spezifität verweist aber ebenfalls auf eine beträchtliche Heterogenität innerhalb der Studien (Arbyn et al. 2008).  Die Entscheidung des National Institute for Clinical Excellence zur Verwendung von LBC innerhalb des NHS Cervical Screening Programmes basiert auf einer sog. Medizintechnik- Folgenabschätzung/HTA-Bericht (Karnon et al. 2004). 

The National Institute for Clinical Excellence (NICE) zog folgenden Schluss, „LBC erweist sich zumindest gleich sensitiv und eignet sich möglicherweise besser als konventionelle Zytologie“ (2003); andere Vorteile wurden bereits angeführt (siehe Vorteile LBC).

 

Der Hauptgrund für die Einführung von LBC in England war der damit erzielte drastische Rückgang an inadäquaten Abstrichen von beinahe 10% auf weniger als 2% (Abbildung 8.5), was von anderen Studien weltweit nicht bestätigt werden konnte (Davey et al. 2006).

Durch LBC können quasi sämtliche beeinträchtigenden Faktoren wie Debris, Blut oder Lufttrocknungsartefakte eleminiert werden (Siebers et al. 2012) welche vormals in die Kategorie “eingeschränkt beurteilbar, wegen…” fielen.

Kriterien zur Repräsentativitätsbestimmung eines zytologischen Präparats werden gesondert an anderer Stelle behandelt.

Abbildung 8.7 Raten an inadäquaten (nicht repräsentativen) Abstrichen aus dem  jährlichen NHSCSP Bericht

 

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